Ряд ученых показали, что апоптоз играет важную роль в процессах регенерации ткани при заживлении раны. Если апоптоза не возникает, то воспалительные процессы продолжаются, поскольку из некротизированных клеток продолжают поступать провоспалительные факторы, такие как, например, лизосомальные протеолитические ферменты и метаболиты арахидоновой кислоты. Замедление же процессов апоптоза приводит к замене грануляционной ткани окончательной рубцовой тканью.
Активатор получали по авторскому методу.
В контрольных образцах клеток линии ТНР-1 относительное содержание живых клеток составляло 96,53±0,46 %. Внесение вещества в финальной концентрации 350 мкг/мл сопровождалось достоверным снижением (р<0,001) относительного содержания жизнеспособных клеток до 91,72±0,44 %. Более того, отмечено достоверное увеличение относительного содержания клеток, находящихся на ранних стадиях апоптоза (3,16±0,19 % против 1,99±0,39 % в контроле, р=0,024), а также погибших клеток (поздний апоптоз/некроз), показавших превышение более чем в 4 раза при сравнении с контрольными образцами (5,12±0,28 % и 1,47±0,21 % соответственно, при р<0,001). Что касается серии экспериментов, в рамках которых вещество применятся в финальной концентрации 70 мкл, то было отмечено достоверное двукратное увеличение (р=0,009) клеток, находящихся на терминальных стадиях апоптоза и в некрозе (2,69±0,29 %). Активатор в финальной концентрации 7 мкг/мл не оказывал достоверное влияние ни на один из исследованных показателей (рис. 4.15, рис. 4.16).
Внесение в среду для культивирования камптотецина, индуктора апоптоза, в финальной концентрации 1 мкМ сопровождалось снижением (р<0,001) относительного содержания жизнеспособных клеток до 31,58±1,68 %, а также увеличением относительного содержания клеток на ранних и поздних стадиях апоптоза (до 30,12±1,94 % и 38,30 % соответственно). Вместе с тем в присутствии препарата в финальной концентрации 350 мкг/мл уровень жизнеспособных клеток увеличивался (р=0,001) и достигал значений в 45,11±2,17 %. Более того, относительное содержание ТНР-1, находящихся на ранних стадиях апоптоза, снижалось до 21,49±2,15 % (р=0,018), а клеток, находящихся на стадии позднего апоптоза и некроза – до 33,40±2,49 % (р=0,165). Внесение препарата в концентрациях 70 и 7 мкл/мл не оказывало достоверного влияния на распределение клеток по фазам апоптоза (рис. 4.15., рис. 4.16.).
Рисунок 4.15. Поверхность, характеризующая зависимость ранней апоптической гибели клеток от концентраций веществ. Градиентная заливка поверхности позволяет оценивать отдельное и комбинированное действие активатора и камптотецина. Синим цветом обозначены области с низким процентом гибели клеток, а красным – области с высоким процентом гибели.
Рисунок 4.16. Поверхность, характеризующая зависимость поздней гибели клеток в результате апоптоза и некроза от концентраций веществ. Коричневым цветом обозначены области с низким процентом гибели клеток, а фиолетовым – области с высоким процентом гибели.
В рамках эксперимента концентрация камптотецина в клетки была понижена до 0,2 мкМ, что привело к увеличению относительного содержания живых клеток до 47,76±3,17 %, тогда как на ранних и поздних стадиях апоптоза находилось уже 20,75±2,40 % и 31,49±1,31 % клеток соответственно. Инкубация ТНР-1 в присутствии камптотецина и препарата в финальной концентрации 350 мкг/мл достоверно не влияла на жизнеспособность клеток (51,11±1,49 %, р=0,367), однако сопровождалась почти двукратным снижением относительного содержания клеток, находящихся на ранних стадиях апоптоза (до 12,86±2,00 при р=0,036). По остальным концентрациям препарата достоверных изменений жизнеспособности клеток линии ТНР-1 отмечено не было.
В результате проведенных исследований были получены данные о дозозависимом влиянии концентрации активатора ксеногенного происхождения на жизнеспособность и процессы апоптоза клеток в культуре. То есть репаративный процесс может быть управляемым. Этот результат позволил спланировать и провести исследование в условиях экспериментального заживления ран с участием лабораторных животных.
